Insegnamento LABORATORIO DI BIOTECNOLOGIE MOLECOLARI E ANALITICHE
| Nome del corso di laurea | Biotecnologie |
|---|---|
| Codice insegnamento | A000976 |
| Curriculum | Comune a tutti i curricula |
| CFU | 9 |
| Regolamento | Coorte 2019 |
| Erogato | Erogato nel 2020/21 |
| Erogato altro regolamento | |
| Anno | 2 |
| Periodo | Secondo Semestre |
| Tipo insegnamento | Obbligatorio (Required) |
| Tipo attività | Attività formativa integrata |
| Suddivisione |
LABORATORIO DI BIOTECNOLOGIE MOLECOLARI
| Codice | 55072403 |
|---|---|
| CFU | 6 |
| Attività | Caratterizzante |
| Ambito | Discipline biotecnologiche con finalità specifiche:mediche e terapeutiche |
| Settore | MED/07 |
| Tipo insegnamento | Obbligatorio (Required) |
Canale A
| CFU | 6 |
|---|---|
| Docente responsabile | Barbara Camilloni |
| Docenti |
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| Ore |
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| Lingua insegnamento | Italiano |
| Contenuti | Microbiologia e Virologia: basi biochimiche, genetiche, molecolari e immunologiche di microrganismi necessarie per comprendere la patogenesi e la clinica delle malattie infettive che questi organismi trasmettono; Tecniche di sequenziamento di nuova generazione (next generation sequencing - NGS) per l’identificazione dei microrganismi; Tecniche di Biochimica; Tecniche di Genetica molecolare; Tecniche di Biologia molecolare; Tecniche di Citofluorimetria. |
| Testi di riferimento | Materiale fornito dal Docente relativo agli argomenti trattati. |
| Obiettivi formativi | Il corso si propone di fornire agli studenti le nozioni di base teorico-pratiche di alcune delle più importanti tecniche di comune utilizzo nell’ambito delle biotecnologie molecolari. A tale scopo verranno affrontate tecniche di microbiologia, biochimica, genetica molecolare e biologia molecolare. Verrà dato spazio anche alle tecniche di sequenziamento con particolare attenzione alle più innovative tecniche di nuova generazione (next-generation sequencing - NGS). Un aspetto fondamentale dell'insegnamento sarà quello di mettere in evidenza come le diverse tecnologie affrontate possano essere integrate per rispondere a complessi quesiti biologici. |
| Prerequisiti | Nessuna propedeuticità richiesta. |
| Metodi didattici | Il corso si svolgerà mediante lezioni frontali in cui il docente espone le nozioni fondamentali, anche attraverso l'ausilio di supporti visivi, e fornisce esempi pratici per favorirne la comprensione, mediante esercitazioni pratiche in laboratorio relative alle tecniche affrontate e l’utilizzo di laboratori interattivi. |
| Altre informazioni | La frequenza non è obbligatoria, ma fortemente consigliata. Le lezioni si terranno presso il Polo Biotecnologico in Via del Giochetto, zona Monteluce |
| Modalità di verifica dell'apprendimento | Lo studente dovrà sostenere una prova orale finalizzata a verificare: la capacità di comprensione dei principali aspetti concernenti gli argomenti affrontati durante il corso; la capacità di elaborare in maniera autonoma uno specifico disegno sperimentale e di valutare criticamente i risultati ottenuti mediante l'applicazione delle stesse tecniche; la qualità dell’esposizione orale. |
| Programma esteso | 1. Microbiologia e Virologia: Basi biochimiche, genetiche, molecolari e immunologiche di un limitato gruppo di microrganismi necessarie per comprendere la patogenesi e la clinica delle malattie infettive che questi organismi trasmettono. In particolare saranno approfonditi i seguenti argomenti: basi molecolari dell’interazione microrganismo-ospite; basi molecolari della variabilità antigenica di virus e batteri; meccanismi di evasione delle difese immunitarie; basi cellulari e molecolari dell’immunità naturale contro i microrganismi; antibiotici: meccanismo di azione e resistenza; struttura e modalità replicative dei virus; metodi di coltivazione in vitro dei virus e quantificazione delle sospensioni virali; metodi di laboratorio per la caratterizzazione antigenica e genetica dei virus (saggi immunometrici, metodi molecolari, saggi funzionali). 2. Tecniche di sequenziamento di nuova generazione (next generation sequencing - NGS) per l’identificazione dei microrganismi. Analisi di protocolli per la preparazione di library per NGS e pipeline bioinformatica. Laboratorio virtuale: prevede la partecipazione attiva dello studente attraverso un percorso virtuale che lo guiderà nella progettazione e attuazione di un esperimento attinente l’espressione genica. 3. Tecniche di Biochimica: determinazione della concentrazione proteica di un campione biologico; determinazione delle unità enzimatiche in un campione biologico, determinazione dei parametri cinetici di un enzima. Laboratorio virtuale: prevede la partecipazione attiva dello studente attraverso un percorso virtuale che lo guiderà nella progettazione e attuazione di un esperimento attinente la respirazione cellulare. 4. Tecniche di Genetica molecolare: Estrazione del DNA genomico a partire da Swab. Tecniche di analisi PCR-RFLP e visualizzazione del profilo di restrizione mediante elettroforesi su gel di agarosio. Studio della variabilità genomica mediante l’utilizzo di programmi bioinformatici e analisi filogenetiche. Laboratorio virtuale: prevede la partecipazione attiva dello studente attraverso un percorso virtuale che lo guiderà nella progettazione e attuazione di un esperimento attinente la genetica forense. 5. Tecniche di Biologia molecolare: Estrazione di DNA da vettori plasmidici. Quantificazione del DNA mediante spettrofotometria UV. Digestione con enzimi di restrizione e analisi della mappa di restrizione mediante elettroforesi su gel di agarosio. Laboratorio virtuale: percorso riguardante la progettazione e attuazione di un esperimento di clonaggio. 6. Tecniche di Citofluorimetria: Analisi citofluorimetrica di antigeni di superficie in sottopopolazioni cellulari, normali e tumorali. Analisi citofluorimetrica di antigeni intracellulari in sottopopolazioni cellulari, normali e tumorali. Analisi citofluorimetrica del ciclo di popolazioni cellulari, normali e tumorali. |
Canale B
| CFU | 6 |
|---|---|
| Docente responsabile | Roberta Spaccapelo |
| Docenti |
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| Ore |
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| Lingua insegnamento | ITALIANO |
| Contenuti | Il corso si articola in lezioni frontali interattive e attività di laboratorio. Le lezioni frontali tratteranno tematiche di Microbiologia e Virologia volte alla comprensione delle basi biochimiche, genetiche, molecolari e immunologiche dei microrganismi necessarie per comprendere la patogenesi e la clinica delle malattie infettive. Le attività pratiche di laboratorio prevedono: Tecniche classiche e innovative per l’identificazione dei microrganismi; Tecniche di Biochimica; Tecniche di Genetica molecolare; Tecniche di Biologia molecolare; Tecniche di Citofluorimetria. |
| Testi di riferimento | Materiale fornito dal Docente relativo agli argomenti trattati. |
| Obiettivi formativi | Il corso si propone di fornire agli studenti le nozioni di base teorico-pratiche di alcune delle più importanti tecniche di comune utilizzo nell’ambito delle biotecnologie molecolari. A tale scopo verranno affrontate tecniche di microbiologia, biochimica, genetica molecolare, biologia molecolare e terapie cellulari. Verrà dato spazio anche alle tecniche di sequenziamento con particolare attenzione alle più innovative tecniche di nuova generazione (next-generation sequencing - NGS). Un aspetto fondamentale dell'insegnamento sarà quello di mettere in evidenza come le diverse tecnologie affrontate possano essere integrate per rispondere a complessi quesiti biologici. |
| Prerequisiti | Per sostenere l'esame è necessario aver superato e registrato l'esame propedeutico di MICROBIOLOGIA GENERALE. |
| Metodi didattici | Il corso si svolgerà mediante lezioni frontali in cui il docente espone le nozioni fondamentali, anche attraverso l'ausilio di supporti visivi, e fornisce esempi pratici per favorirne la comprensione, mediante esercitazioni in laboratorio relative alle tecniche affrontate e all’utilizzo di laboratori interattivi. |
| Altre informazioni | La frequenza non è obbligatoria, ma fortemente consigliata. Le lezioni si terranno presso il Polo Biotecnologico in Via del Giochetto, zona Monteluce. |
| Modalità di verifica dell'apprendimento | Lo studente dovrà sostenere una prova scritta finalizzata a verificare la capacità di comprensione dei principali aspetti concernenti gli argomenti affrontati durante le lezioni frontali e la capacità di comprensione e svolgimento delle attività pratiche svolte durante i laboratori del corso. |
| Programma esteso | 1. Microbiologia e Virologia: Basi biochimiche, genetiche, molecolari e immunologiche di un limitato gruppo di microrganismi necessarie per comprendere la patogenesi e la clinica delle malattie infettive che questi organismi trasmettono. In particolare saranno approfonditi i seguenti argomenti: basi molecolari dell’interazione microrganismo-ospite; basi molecolari della variabilità antigenica di virus, batteri e protozoi; meccanismi di evasione delle difese immunitarie; basi cellulari e molecolari dell’immunità naturale contro i microrganismi; antibiotici: meccanismo di azione e resistenza; struttura e modalità replicative dei virus; metodi di coltivazione in vitro dei virus e quantificazione delle sospensioni virali; metodi di laboratorio per la caratterizzazione antigenica e genetica dei virus (saggi immunometrici, metodi molecolari, saggi funzionali). 2. Tecniche classiche e innovative per l’identificazione di microrganismi: colorazione, test ELISA e sequenziamento di nuova generazione (next generation sequencing - NGS). Laboratorio virtuale: prevede la partecipazione attiva dello studente attraverso un percorso virtuale che lo guiderà nella progettazione e attuazione di un esperimento attinente all’espressione genica, colorazione GRAM, test ELISA e NGS. 3. Tecniche di Biochimica: determinazione della concentrazione proteica di un campione biologico; determinazione delle unità enzimatiche in un campione biologico, determinazione dei parametri cinetici di un enzima. Laboratorio virtuale: prevede la partecipazione attiva dello studente attraverso un percorso virtuale che lo guiderà nella progettazione e attuazione di un esperimento attinente la respirazione cellulare. 4. Tecniche di Genetica molecolare: Allestimento di una reazione di PCR. Controllo del prodotto di reazione mediante Gel Elettroforetico. Interpretazione del dato mediante utilizzo di marker qualitativi e quantitativi. Estrazione del DNA genomico a partire da saliva. Allestimento di reazioni di PCR, Corsa elettroforetica su gel di agarosio, visualizzazione e analisi del profilo elettroforetico. Laboratorio Virtuale: PCR 5. Tecniche di Biologia molecolare: Estrazione di DNA da vettori plasmidici. Quantificazione del DNA mediante spettrofotometria UV. Digestione con enzimi di restrizione e analisi della mappa di restrizione mediante elettroforesi su gel di agarosio. Laboratorio virtuale: percorso riguardante la progettazione e attuazione di un esperimento di clonaggio. 6. Tecniche di Citofluorimetria: Analisi citofluorimetrica di antigeni di superficie in sottopopolazioni cellulari, normali e tumorali. Analisi citofluorimetrica di antigeni intracellulari in sottopopolazioni cellulari, normali e tumorali. Analisi citofluorimetrica del ciclo di popolazioni cellulari, normali e tumorali. Laboratorio virtuale: FACS |
LABORATORIO DI CHIMICA ANALITICA
| Codice | M0017 |
|---|---|
| CFU | 3 |
| Attività | Affine/integrativa |
| Ambito | Attività formative affini o integrative |
| Settore | CHIM/01 |
| Tipo insegnamento | Obbligatorio (Required) |
Canale A
| CFU | 3 |
|---|---|
| Docente responsabile | Catia Clementi |
| Docenti |
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| Ore |
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| Lingua insegnamento | Italiano |
| Contenuti | Introduzione alla chimica analitica strumentale. Concetti di precisione e accuratezza. Espressione di un risultato in modo adeguato (cifre significative e incertezza). Validazione di un metodo analitico e cifre di merito. Calibrazione e metodi di calibrazione. |
| Testi di riferimento | • Materiale didattico fornito dal docente. • Dispense di laboratorio redatte dal docente. D.C. Harris, “Chimica Analitica Quantitativa”, Zanichelli, Bologna, F. W. Fifield, D. Kealey, “Chimica Analitica teoria e pratica”, Zanichelli, Bologna Skoog,. West, Holler, Crouch, “Fondamenti di Chimica Analitica”, EdiSES, Napoli |
| Obiettivi formativi | L’obiettivo principale del corso è la comprensione dei principi che stanno alla base della chimica analitica e l’apprendimento di tecniche e metodologie per la preparazione e l’analisi di campioni che possono risultare utili nell’attività di un laboratorio biochimico-clinico. Imparare a gestire, per quanto riguarda le funzionalità essenziali, le attrezzature di base di un laboratorio di Chimica Analitica, quali vetreria, bilance, pHmetro e spettrofotometro. In particolare, lo studente dovrà acquisire le seguenti competenze: • Preparazione di soluzioni a titolo noto e loro diluizione • Preparazione di soluzioni tampone • Determinazione del pH di una soluzione e dipendenza dalla temperatura • Determinazione della concentrazione incognita di analiti mediante costruzione di una retta di calibrazione • Utilizzo della spettrofotometria UV-Visibile in assorbimento e in emissione per la determinazione di costanti acide e costanti di associazione di molecole organiche. • Tecniche di estrazione di molecole organiche da matrici complesse |
| Prerequisiti | Per una piena e agile comprensione dei contenuti del corso è importante avere delle buone basi di chimica generale e chimica fisica. |
| Metodi didattici | Il corso prevede alcune lezioni teoriche (circa 10/15 ore di lezione frontale) introduttive alle esperienze di laboratorio. Sono previste inoltre 3-5 esperienze di laboratorio da svolgersi in gruppo. |
| Altre informazioni | In caso di elevato numero di studenti si farà ricorso all'utilizzo di laboratori virtuali. |
| Modalità di verifica dell'apprendimento | L'esame prevede due prove: 1) discussione orale della durata necessaria ad accertare il livello di conoscenza perseguito dallo studente sugli argomenti affrontati durante le lezioni frontali e sulle tecniche analitiche utilizzate durante le esperienze di laboratorio. Verrà verificata inoltre la capacità dello studente ad esporre i contenuti teorici con un linguaggio scientifico appropriato e il senso critico acquisito nell'affrontare un'analisi chimica. 2) redazione di relazioni di laboratorio su almeno un'esperienza: elaborato di circa 5-10 pagine da redigere in lingua italiana o inglese che descriva le esperienze di laboratorio. In particolare le relazioni dovranno contenere una breve parte introduttiva che illustri lo scopo dell'esperienza e i principi teorici ad essa connessi, una sezione sperimentale che descriva le strumentazioni utilizzate e le metodologie seguite, una parte di presentazione e discussione dei risultati e una breve conclusione. LE RELAZIONI DOVRANNO ESSERE CONSEGNATE ALMENO DIECI GIORNI PRIMA DELL'ESAME ORALE. L'elaborato consentirà di verificare la comprensione da parte dello studente delle problematiche affrontate in laboratorio e dei principi teorici ad esse correlati e in ultimo la capacità di organizzare i contenuti in forma scritta con un lessico appropriato. la valutazione finale terrà conto sia della prova orale che delle relazioni di laboratorio. |
| Programma esteso | • Definizione dei concetti base e scopi della chimica analitica. Strumenti di base del laboratorio analitico. Classificazione dei metodi analitici: analisi qualitativa e quantitativa, metodi di analisi classici e strumentali, metodi assoluti e comparativi. • Fasi di un processo analitico. Campionamento e tecniche di preparazione del campione. Definizione di parametri di valutazione dei metodi analitici. Intervallo di linearità di risposta, limite di rivelazione e dosabilità, sensibilità, selettività, rapporto segnale/rumore, precisione, accuratezza. • Metodi di determinazione delle concentrazioni incognite di analiti; costruzione di una retta di calibrazione. Metodi di calibrazione con standard esterni, con standard interni e metodo dell'addizione standard. • Soluzioni tampone: concetti teorici e preparazione di varie tipologie di soluzioni tampone. Misura potenziometrica del pH e dipendenza dalla temperatura. • Applicazioni di tecniche spettroscopiche, in particolare della spettroscopia UV-Visibile in assorbimento e in emissione, all’analisi quantitativa. |
Canale B
| CFU | 3 |
|---|---|
| Docente responsabile | Catia Clementi |
| Docenti |
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| Ore |
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| Lingua insegnamento | Italiano |
| Contenuti | Introduzione alla chimica analitica strumentale. Concetti di precisione e accuratezza. Espressione di un risultato in modo adeguato (cifre significative e incertezza). Validazione di un metodo analitico e cifre di merito. Calibrazione e metodi di calibrazione. |
| Testi di riferimento | • Materiale didattico fornito dal docente. • Dispense di laboratorio redatte dal docente. D.C. Harris, “Chimica Analitica Quantitativa”, Zanichelli, Bologna, F. W. Fifield, D. Kealey, “Chimica Analitica teoria e pratica”, Zanichelli, Bologna Skoog,. West, Holler, Crouch, “Fondamenti di Chimica Analitica”, EdiSES, Napoli |
| Obiettivi formativi | L’obiettivo principale del corso è la comprensione dei principi che stanno alla base della chimica analitica e l’apprendimento di tecniche e metodologie per la preparazione e l’analisi di campioni che possono risultare utili nell’attività di un laboratorio biochimico-clinico. Imparare a gestire, per quanto riguarda le funzionalità essenziali, le attrezzature di base di un laboratorio di Chimica Analitica, quali vetreria, bilance, pHmetro e spettrofotometro. In particolare, lo studente dovrà acquisire le seguenti competenze: • Preparazione di soluzioni a titolo noto e loro diluizione • Preparazione di soluzioni tampone • Determinazione del pH di una soluzione e dipendenza dalla temperatura • Determinazione della concentrazione incognita di analiti mediante costruzione di una retta di calibrazione • Utilizzo della spettrofotometria UV-Visibile in assorbimento e in emissione per la determinazione di costanti acide e costanti di associazione di molecole organiche. • Tecniche di estrazione di molecole organiche da matrici complesse |
| Prerequisiti | Per una piena e agile comprensione dei contenuti del corso è importante avere delle buone basi di chimica generale e chimica fisica. |
| Metodi didattici | Il corso prevede alcune lezioni teoriche (circa 10/15 ore di lezione frontale) introduttive alle esperienze di laboratorio. Sono previste inoltre 3-5 esperienze di laboratorio da svolgersi in gruppo. |
| Altre informazioni | In caso di elevato numero di studenti si farà ricorso all'utilizzo di laboratori virtuali. |
| Modalità di verifica dell'apprendimento | L'esame prevede due prove: 1) discussione orale della durata necessaria ad accertare il livello di conoscenza perseguito dallo studente sugli argomenti affrontati durante le lezioni frontali e sulle tecniche analitiche utilizzate durante le esperienze di laboratorio. Verrà verificata inoltre la capacità dello studente ad esporre i contenuti teorici con un linguaggio scientifico appropriato e il senso critico acquisito nell'affrontare un'analisi chimica. 2) redazione di relazioni di laboratorio su almeno un'esperienza: elaborato di circa 5-10 pagine da redigere in lingua italiana o inglese che descriva le esperienze di laboratorio. In particolare le relazioni dovranno contenere una breve parte introduttiva che illustri lo scopo dell'esperienza e i principi teorici ad essa connessi, una sezione sperimentale che descriva le strumentazioni utilizzate e le metodologie seguite, una parte di presentazione e discussione dei risultati e una breve conclusione. LE RELAZIONI DOVRANNO ESSERE CONSEGNATE ALMENO DIECI GIORNI PRIMA DELL'ESAME ORALE. L'elaborato consentirà di verificare la comprensione da parte dello studente delle problematiche affrontate in laboratorio e dei principi teorici ad esse correlati e in ultimo la capacità di organizzare i contenuti in forma scritta con un lessico appropriato. la valutazione finale terrà conto sia della prova orale che delle relazioni di laboratorio. |
| Programma esteso | • Definizione dei concetti base e scopi della chimica analitica. Strumenti di base del laboratorio analitico. Classificazione dei metodi analitici: analisi qualitativa e quantitativa, metodi di analisi classici e strumentali, metodi assoluti e comparativi. • Fasi di un processo analitico. Campionamento e tecniche di preparazione del campione. Definizione di parametri di valutazione dei metodi analitici. Intervallo di linearità di risposta, limite di rivelazione e dosabilità, sensibilità, selettività, rapporto segnale/rumore, precisione, accuratezza. • Metodi di determinazione delle concentrazioni incognite di analiti; costruzione di una retta di calibrazione. Metodi di calibrazione con standard esterni, con standard interni e metodo dell'addizione standard. • Soluzioni tampone: concetti teorici e preparazione di varie tipologie di soluzioni tampone. Misura potenziometrica del pH e dipendenza dalla temperatura. • Applicazioni di tecniche spettroscopiche, in particolare della spettroscopia UV-Visibile in assorbimento e in emissione, all’analisi quantitativa. |