Insegnamento FUNDAMENTALS OF BIOINFORMATICS AND SYSTEMS BIOLOGY
| Nome del corso di laurea | Biotecnologie |
|---|---|
| Codice insegnamento | GP004126 |
| Curriculum | Comune a tutti i curricula |
| CFU | 18 |
| Regolamento | Coorte 2016 |
| Erogato | Erogato nel 2018/19 |
| Erogato altro regolamento | |
| Anno | 3 |
| Periodo | Primo Semestre |
| Tipo insegnamento | Obbligatorio (Required) |
| Tipo attività | Attività formativa integrata |
| Suddivisione |
BIOINFORMATICS AND BIOSTATISTICS
| Codice | GP004129 |
|---|---|
| CFU | 6 |
| Attività | Altro |
| Ambito | Abilità informatiche e telematiche |
| Settore | BIO/11 |
| Tipo insegnamento | Obbligatorio (Required) |
Canale A
| CFU | 6 |
|---|---|
| Docente responsabile | Matteo Giulietti |
| Docenti |
|
| Ore |
|
| Programma esteso | Genomics and genomic browsers Gene regulation: transcription, alternative splicing and miRNAs Introductioñ to Bioinformatics Bioinformatic tools Nucleic acid databases Genome databases Protein sequence databases Structure databases Gene Expression databases Metabolic pathway databases Protein-protein interaction databases Bibliographic databases Sequence Alignments Algorithms for Sequence Alignments Polimorphisms and mutations Splicing variants Prediction of gene promoters Prediction of transcription factor binding sites Prediction of splicing factor binding sites Prediction of miRNA binding sites Prediction of RNA and protein secondary and tertiary structures Analysis of expression profiles Probability and Statistics Random variables Hypothesis testing Analysis of variance Perl programming language |
Canale B
| CFU | 6 |
|---|---|
| Docente responsabile | Matteo Giulietti |
| Docenti |
|
| Ore |
|
| Programma esteso | Genomics and genomic browsers Gene regulation: transcription, alternative splicing and miRNAs Introductioñ to Bioinformatics Bioinformatic tools Nucleic acid databases Genome databases Protein sequence databases Structure databases Gene Expression databases Metabolic pathway databases Protein-protein interaction databases Bibliographic databases Sequence Alignments Algorithms for Sequence Alignments Polimorphisms and mutations Splicing variants Prediction of gene promoters Prediction of transcription factor binding sites Prediction of splicing factor binding sites Prediction of miRNA binding sites Prediction of RNA and protein secondary and tertiary structures Analysis of expression profiles Probability and Statistics Random variables Hypothesis testing Analysis of variance Perl programming language |
FUNCTIONAL AND STRUCTURAL GENOMICS
| Codice | GP004130 |
|---|---|
| CFU | 6 |
| Attività | Caratterizzante |
| Ambito | Discipline biotecnologiche comuni |
| Settore | BIO/11 |
| Tipo insegnamento | Obbligatorio (Required) |
Canale A
| CFU | 6 |
|---|---|
| Docente responsabile | Manlio Di Cristina |
| Docenti |
|
| Ore |
|
| Lingua insegnamento | ITALIANO |
| Contenuti | Lezioni teoriche: Definizione di "genomica": genomica strutturale e genomica funzionale. Organizzazione strutturale del genoma nei procarioti e negli eucarioti: cromosoma, eterocromatina ed eucromatina, nucleosomi. Modificazioni epigenetiche del genoma. Contenuto dei genomi: geni e sequenze correlate a geni (pseudogeni, miRNA), DNA intergenico (DNA satellite, trasposoni). Sequenziamento del genoma umano: vettori di clonaggio (Yac, Bac), strategie di sequenziamento shotgun e "clone by clone"; sequenze EST; sequenziamento automatizzato. Analisi globale dell'espressione genica: DNA microarrays; immunoprecipitazione della cromatina (ChIP). Genoma e malattie. |
| Testi di riferimento | J.D. Watson, T.A. Baker,S.P.Bell, A.G.Gann, M. Levine, R. Losick: Biologia Molecolare del Gene 6a Ed. Zanichelli Craig et al.: Biologia Molecolare: Principi di funzionamento del genoma, Pearson Lesk: Introduzione alla genomica, Zanichelli |
| Obiettivi formativi | Competenze biotecnologiche - Conoscenza e comprensione della struttura e delle proprietà biologiche di virus e batteri, anche geneticamente modificati; delle metodologie di analisi a livello molecolare; di tecniche di analisi e di manipolazione genetica. Oltre a queste conoscenze comuni, i laureati potranno approfondire ulteriori conoscenze in base al curriculum prescelto fra quelli disponibili (agrario e ambientale, farmaceutico, medico, molecolare, veterinario): genomica, proteomica, lipidomica, metabolomica; Capacità di applicare conoscenza e comprensione le metodologie di biologia molecolare e bioinformatiche per la caratterizzazione del genoma, del proteoma e del metaboloma degli organismi; - le principali metodologie di analisi di matrici biologiche e di farmaci. |
| Prerequisiti | Al fine di saper comprendere le tematiche affrontate nel corso lo studente deve avere buone conoscenze di base di Chimica Organica, di Biologia, di Biochimica, di Biologia Molecolare, di metodi spettrofotometrici |
| Metodi didattici | Lezioni frontali in aula con proiezioni di diapositive e filmati. Alcune lezioni saranno dedicate al ripasso e all'approfondimento di tematiche anche proposte dagli studenti, con il coinvolgimento degli studenti stessi. Lezioni pratiche svolte in un laboratorio di Biologia molecolare equipaggiato con le classiche strumentazioni necessariee alla purificazione e all’analisi degli acidi nucleici, dove lo studente potrà lavorare autonomamente, sotto la guida del docente e di un tutore. |
| Altre informazioni | Frequenza: Facoltativa ma consigliata |
| Modalità di verifica dell'apprendimento | La valutazione consiste in una prova scritta, seguita da una orale. La prova scritta servirà ad accertare il livello di conoscenza e capacità di comprensione degli argomenti trattati durante il corso, la capacità di lavorare in laboratorio autonomamente ed in maniera propositiva e di saper risolvere i problemi. Trattandosi di corso integrato, la valutazione riguarderà tutti e tre i moduli. Per quanto riguarda il presente modulo, lo studente dovrà rispondere a quindici domande a risposta multipla ed a una domanda che prevede una risposta aperta, grazie alla quale verrà valutata la capacità espositiva e di sintesi. Seguirà una prova orale cui avranno accesso gli studenti che avranno superato la prova scritta con una votazione pari o superiore a 18/30. Tale prova servirà a chiarire criticità emerse dalla prova scritta ed a verificare le capacità di comunicazione dello studente con proprietà di linguaggio ed organizzazione autonoma dell'esposizione sugli argomenti oggetto della prova scritta o comunque trattati a lezione. La prova orale sarà comune per tutti e tre i moduli del corso. Al voto finale concorreranno l'esito della prova sia scritta che orale. Gli studenti che non hanno superato la prova scritta, avranno la possibilità di analizzarne le criticità insieme al docente, il giorno della prova orale. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa |
| Programma esteso | Struttura e composizione del genoma degli organismi procariotici ed eucariotici - Mappatura fisica e gentica del genoma - Dimensioni dei genomi: valore C - Paradosso del valore C - Complessità biologica e fenotipica - Struttura e composizione dell' Eucromatina e eterocromatina - Struttura e organizzazione dei geni eucariotici - Splicing alternativo - Famiglie geniche - DNA ripetuto - Trasposoni e ricombinazione sito-specifica - LINE e SINE - Bandeggio dei cromosomi - CITOGENETICA MOLECOLARE (FISH) - Anomalie cromosomiche: trisomie, sindrome di Turner, Klinefelter syndrome, XYY Sindrome. - Cromosomi politenici - Modello delle Isocore - Epigenetica - Modificazioni epigenetiche del genoma: acetilazioni, metilazioni e fosforilazioni del genoma: Codice istonico - Imprinting genomico: La sindrome di Beckwith–Wiedemann, di Angelman, Prader-Willi - Inattivazione del cromosoma X - Polycomb e Trithorax group - Regolazione genica nelle cellule staminali - Epigenetica e cancro - Metodi di analisi della cromatina: sequenziamento del DNA e dei genomi (next generation sequencing); DNA microarrays; immunoprecipitazione della cromatina (ChIP) - microRNA e RNA interference - Esercitazioni pratiche: Clonaggio di un gene codificante una proteina umana in batteri: preparazione dell'inserto e del vettore, trasformazione batterica e analisi delle colonie |
Canale B
| CFU | 6 |
|---|---|
| Docente responsabile | Manlio Di Cristina |
| Docenti |
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| Ore |
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| Lingua insegnamento | ITALIANO |
| Contenuti | Lezioni teoriche: Definizione di "genomica": genomica strutturale e genomica funzionale. Organizzazione strutturale del genoma nei procarioti e negli eucarioti: cromosoma, eterocromatina ed eucromatina, nucleosomi. Modificazioni epigenetiche del genoma. Contenuto dei genomi: geni e sequenze correlate a geni (pseudogeni, miRNA), DNA intergenico (DNA satellite, trasposoni). Sequenziamento del genoma umano: vettori di clonaggio (Yac, Bac), strategie di sequenziamento shotgun e "clone by clone"; sequenze EST; sequenziamento automatizzato. Analisi globale dell'espressione genica: DNA microarrays; immunoprecipitazione della cromatina (ChIP). Genoma e malattie. |
| Testi di riferimento | J.D. Watson, T.A. Baker,S.P.Bell, A.G.Gann, M. Levine, R. Losick: Biologia Molecolare del Gene 6a Ed. Zanichelli Craig et al.: Biologia Molecolare: Principi di funzionamento del genoma, Pearson Lesk: Introduzione alla genomica, Zanichelli |
| Obiettivi formativi | Competenze biotecnologiche - Conoscenza e comprensione della struttura e delle proprietà biologiche di virus e batteri, anche geneticamente modificati; delle metodologie di analisi a livello molecolare; di tecniche di analisi e di manipolazione genetica. Oltre a queste conoscenze comuni, i laureati potranno approfondire ulteriori conoscenze in base al curriculum prescelto fra quelli disponibili (agrario e ambientale, farmaceutico, medico, molecolare, veterinario): genomica, proteomica, lipidomica, metabolomica; Capacità di applicare conoscenza e comprensione le metodologie di biologia molecolare e bioinformatiche per la caratterizzazione del genoma, del proteoma e del metaboloma degli organismi; - le principali metodologie di analisi di matrici biologiche e di farmaci. |
| Prerequisiti | Al fine di saper comprendere le tematiche affrontate nel corso lo studente deve avere buone conoscenze di base di Chimica Organica, di Biologia, di Biochimica, di Biologia Molecolare, di metodi spettrofotometrici |
| Metodi didattici | Lezioni frontali in aula con proiezioni di diapositive e filmati. Alcune lezioni saranno dedicate al ripasso e all'approfondimento di tematiche anche proposte dagli studenti, con il coinvolgimento degli studenti stessi. Lezioni pratiche svolte in un laboratorio di Biologia molecolare equipaggiato con le classiche strumentazioni necessariee alla purificazione e all’analisi degli acidi nucleici, dove lo studente potrà lavorare autonomamente, sotto la guida del docente e di un tutore. |
| Altre informazioni | Frequenza: Facoltativa ma consigliata |
| Modalità di verifica dell'apprendimento | La valutazione consiste in una prova scritta, seguita da una orale. La prova scritta servirà ad accertare il livello di conoscenza e capacità di comprensione degli argomenti trattati durante il corso, la capacità di lavorare in laboratorio autonomamente ed in maniera propositiva e di saper risolvere i problemi. Trattandosi di corso integrato, la valutazione riguarderà tutti e tre i moduli. Per quanto riguarda il presente modulo, lo studente dovrà rispondere a quindici domande a risposta multipla ed a una domanda che prevede una risposta aperta, grazie alla quale verrà valutata la capacità espositiva e di sintesi. Seguirà una prova orale cui avranno accesso gli studenti che avranno superato la prova scritta con una votazione pari o superiore a 18/30. Tale prova servirà a chiarire criticità emerse dalla prova scritta ed a verificare le capacità di comunicazione dello studente con proprietà di linguaggio ed organizzazione autonoma dell'esposizione sugli argomenti oggetto della prova scritta o comunque trattati a lezione. La prova orale sarà comune per tutti e tre i moduli del corso. Al voto finale concorreranno l'esito della prova sia scritta che orale. Gli studenti che non hanno superato la prova scritta, avranno la possibilità di analizzarne le criticità insieme al docente, il giorno della prova orale. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa |
| Programma esteso | Struttura e composizione del genoma degli organismi procariotici ed eucariotici - Mappatura fisica e gentica del genoma - Dimensioni dei genomi: valore C - Paradosso del valore C - Complessità biologica e fenotipica - Struttura e composizione dell' Eucromatina e eterocromatina - Struttura e organizzazione dei geni eucariotici - Splicing alternativo - Famiglie geniche - DNA ripetuto - Trasposoni e ricombinazione sito-specifica - LINE e SINE - Bandeggio dei cromosomi - CITOGENETICA MOLECOLARE (FISH) - Anomalie cromosomiche: trisomie, sindrome di Turner, Klinefelter syndrome, XYY Sindrome. - Cromosomi politenici - Modello delle Isocore - Epigenetica - Modificazioni epigenetiche del genoma: acetilazioni, metilazioni e fosforilazioni del genoma: Codice istonico - Imprinting genomico: La sindrome di Beckwith–Wiedemann, di Angelman, Prader-Willi - Inattivazione del cromosoma X - Polycomb e Trithorax group - Regolazione genica nelle cellule staminali - Epigenetica e cancro - Metodi di analisi della cromatina: sequenziamento del DNA e dei genomi (next generation sequencing); DNA microarrays; immunoprecipitazione della cromatina (ChIP) - microRNA e RNA interference - Esercitazioni pratiche: Clonaggio di un gene codificante una proteina umana in batteri: preparazione dell'inserto e del vettore, trasformazione batterica e analisi delle colonie |
PROTEOMIC E METABOLOMICS
| Codice | GP004131 |
|---|---|
| CFU | 6 |
| Attività | Affine/integrativa |
| Ambito | Attività formative affini o integrative |
| Settore | BIO/10 |
| Tipo insegnamento | Obbligatorio (Required) |
Canale A
| CFU | 6 |
|---|---|
| Docente responsabile | Sandra Buratta |
| Docenti |
|
| Ore |
|
| Lingua insegnamento | Lingua italiana |
| Contenuti | Obiettivo del corso è fornire agli studenti i concetti riguardanti la struttura delle proteine e le problematiche relative all’analisi delle stesse sia mediante metodologie classiche (isolamento, purificazione e studio delle proprietà strutturali e funzionali) sia mediante approcci di tipo globale (proteomica). Durante il corso gli studenti acquisiranno nozioni sulle principali tecniche analitiche e preparative impiegate in studi di proteomica e competenze pratico-teoriche nell’identificazione di proteine e nell’interpretazione di spettri di massa MALDI ed ESI. Inoltre, saranno affrontati alcuni aspetti dell’applicazione delle metodologie biochimiche alla metabolomica |
| Testi di riferimento | “Biochimica e biologia molecolare. Principi e tecniche” di Keith Wilson, John Walker (Cortina Raffaello editore) “Metodologie Biochimiche” di Maria Carmela Bonaccorsi, Roberto Contestabile, Martino Di Salvo (Zanichelli editore) Materiale didattico in inglese fornito dal docente |
| Obiettivi formativi | Fornire agli studenti le conoscenze riguardanti i principali approcci sperimentali per lo studio della struttura, funzione e regolazione delle proteine; le conoscenze alla base delle principali metodologie utilizzate negli studi proteomici e della loro applicazione. Inoltre, saranno fornite conoscenze riguardo la composizione del metaboloma e l’importanza di studiarne le modifiche per comprendere alterazioni dei processi biochimici cellulari |
| Prerequisiti | Al fine di saper comprendere le tematiche affrontate nel corso lo studente deve avere buone conoscenze di base di Chimica Organica, di Biologia, di Biochimica, di Biologia Molecolare, di metodi spettrofotometrici |
| Metodi didattici | Lezioni frontali in aula con proiezioni di diapositive e filmati. Alcune lezioni saranno dedicate al ripasso e all'approfondimento di tematiche anche proposte dagli studenti, con il coinvolgimento degli studenti stessi. Lezioni pratiche svolte in un laboratorio di biochimica equipaggiato con le classiche strumentazioni necessarie all’analisi delle proteine, alla loro purificazione, all’analisi proteomica e metabolomica, dove lo studente potrà lavorare autonomamente, sotto la guida del docente e di un tutore. Alcune lezioni pratiche saranno svolte nell'aula di bioinformatica. |
| Altre informazioni | Frequenza facoltativa ma fortemente consigliata. |
| Modalità di verifica dell'apprendimento | La valutazione consiste in una prova scritta. La prova scritta servirà ad accertare il livello di conoscenza e capacità di comprensione degli argomenti trattati durante il corso, la capacità di lavorare in laboratorio autonomamente ed in maniera propositiva e di saper risolvere i problemi. Trattandosi di corso integrato, la valutazione riguarderà tutti e tre i moduli. Per quanto riguarda il presente modulo, lo studente dovrà rispondere a quindici domande a risposta multipla ed a una domanda che prevede una risposta aperta, grazie alla quale verrà valutata la capacità espositiva e di sintesi. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa |
| Programma esteso | LEZIONI FRONTALI Principali proprietà delle proteine. Le modifiche post-traduzionali delle proteine: modificazioni amino- e carbossi-terminali, modificazioni dei singoli aminoacidi, formazione di ponti disolfuro; proteolisi parziale, glicosilazione, aggiunta di gruppi lipidici. Strategie per la purificazione delle proteine: Tecniche preparative e tecniche analitiche. Criteri di solubilità e loro utilizzo per la purificazione delle proteine (salting out, precipitazione con solventi organici, precipitazione isoelettrica). Dialisi. Metodi cromatografici: Principi della cromatografia. Tecniche cromatografiche: cromatografia ad esclusione molecolare, cromatografia di interazione idrofobica, cromatografia in fase inversa, cromatografia a scambio ionico, cromatografia di affinità. Sistemi HPLC e FPLC. Gas cromatografia. Metodi elettroforetici: Principi generali. Elettroforesi su gel di poliacrilamide (PAGE): nativa e SDS-PAGE, Focalizzazione isoelettrica (IEF). Elettroforesi capillare (CE). Elettroforesi bidimensionale (2DE). Western blotting. Proteomica: Introduzione allo studio del proteoma. Proteomica di espressione e funzionale, strategie di analisi proteomica. Approccio basato su gel: Preparazione del campione (rimozione delle sostanze interferenti, solubilizzazione delle proteine e pre-frazionamento). IEF e scelta del gradiente di pH. IPG strip. SDS-PAGE. Metodi per l’identificazione delle proteine nel gel: colorazione con Blue coomassie, silver stain, Sybro Ruby, potenzialità e limiti dei coloranti utilizzati. Elettroforesi bidimensionale fluorescente differenziale (DIGE). Acquisizione ed analisi di immagine di gel bidimensionali. Trattamento degli spot proteici per l’identificazione in spettrometria di massa. Spettrometria di massa: Concetti di base della spettrometria di massa e struttura di uno spettrometro. Tecniche di ionizzazione MALDI e ESI. Spettrometria di massa MALDI-TOF e Peptide Mass Fingerprinting. Identificazione di peptidi mediante Tandem mass spectrometry. Approccio shotgun: Tecnologie SELDI e MuDPIT Metabolomica: Definizione di metaboloma. Tecniche di preparazione dei campioni per l’analisi del metaboloma. Metodi cromatografici e di spettrometria di massa utilizzati per caratterizzare metaboliti aventi funzione di biomarker (gas cromatografia, cromatografia liquida e CE accoppiate alla spettrometra di massa). Esempi di studi di metabolomica in ricerche cliniche. LABORATORIO: Simulazione di un intero processo di purificazione di una proteina utilizzando: (http://www.booth1.demon.co.uk/archive) (Basic Laboratory Methods for Biotechnology -- Protein Purification) Applicazione di un protocollo di purificazione di una proteina a partire da un estratto cellulare, determinazione della purezza del campione ottenuto, elaborazione di una tabella di purificazione e discussione critica dei risultati ottenuti. Elettroforesi bidimensionale: preparazione del campione, quantificazione proteica, preparazione delle soluzioni, IEF, equilibratura delle IPG-strip, SDS-PAGE, Colorazione delle proteine separate per 2DE mediante una metodica silver staining compatibile con MALDI-TOF. Analisi computerizzata delle mappe ottenute. Seminari specialistici riguardanti applicazioni della proteomica (esempi di studi di proteomica volti all’identificazione di marker proteici in varie patologie) e della metabolomica (esempi di metaboliti di interesse diagnostico e prognostico). Discussione critica di articoli scientifici inerenti le tematiche trattate durante il corso. |
Canale B
| CFU | 6 |
|---|---|
| Docente responsabile | Sandra Buratta |
| Docenti |
|
| Ore |
|
| Lingua insegnamento | Lingua italiana |
| Contenuti | Obiettivo del corso è fornire agli studenti i concetti riguardanti la struttura delle proteine e le problematiche relative all’analisi delle stesse sia mediante metodologie classiche (isolamento, purificazione e studio delle proprietà strutturali e funzionali) sia mediante approcci di tipo globale (proteomica). Durante il corso gli studenti acquisiranno nozioni sulle principali tecniche analitiche e preparative impiegate in studi di proteomica e competenze pratico-teoriche nell’identificazione di proteine e nell’interpretazione di spettri di massa MALDI ed ESI. Inoltre, saranno affrontati alcuni aspetti dell’applicazione delle metodologie biochimiche alla metabolomica |
| Testi di riferimento | “Biochimica e biologia molecolare. Principi e tecniche” di Keith Wilson, John Walker (Cortina Raffaello editore) “Metodologie Biochimiche” di Maria Carmela Bonaccorsi, Roberto Contestabile, Martino Di Salvo (Zanichelli editore) Materiale didattico in inglese fornito dal docente |
| Obiettivi formativi | Fornire agli studenti le conoscenze riguardanti i principali approcci sperimentali per lo studio della struttura, funzione e regolazione delle proteine; le conoscenze alla base delle principali metodologie utilizzate negli studi proteomici e della loro applicazione. Inoltre, saranno fornite conoscenze riguardo la composizione del metaboloma e l’importanza di studiarne le modifiche per comprendere alterazioni dei processi biochimici cellulari |
| Prerequisiti | Al fine di saper comprendere le tematiche affrontate nel corso lo studente deve avere buone conoscenze di base di Chimica Organica, di Biologia, di Biochimica, di Biologia Molecolare, di metodi spettrofotometrici |
| Metodi didattici | Lezioni frontali in aula con proiezioni di diapositive e filmati. Alcune lezioni saranno dedicate al ripasso e all'approfondimento di tematiche anche proposte dagli studenti, con il coinvolgimento degli studenti stessi. Lezioni pratiche svolte in un laboratorio di biochimica equipaggiato con le classiche strumentazioni necessarie all’analisi delle proteine, alla loro purificazione, all’analisi proteomica e metabolomica, dove lo studente potrà lavorare autonomamente, sotto la guida del docente e di un tutore. Alcune lezioni pratiche saranno svolte nell'aula di bioinformatica. |
| Altre informazioni | Frequenza facoltativa ma fortemente consigliata. |
| Modalità di verifica dell'apprendimento | La valutazione consiste in una prova scritta. La prova scritta servirà ad accertare il livello di conoscenza e capacità di comprensione degli argomenti trattati durante il corso, la capacità di lavorare in laboratorio autonomamente ed in maniera propositiva e di saper risolvere i problemi. Trattandosi di corso integrato, la valutazione riguarderà tutti e tre i moduli. Per quanto riguarda il presente modulo, lo studente dovrà rispondere a quindici domande a risposta multipla ed a una domanda che prevede una risposta aperta, grazie alla quale verrà valutata la capacità espositiva e di sintesi. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa |
| Programma esteso | LEZIONI FRONTALI Principali proprietà delle proteine. Le modifiche post-traduzionali delle proteine: modificazioni amino- e carbossi-terminali, modificazioni dei singoli aminoacidi, formazione di ponti disolfuro; proteolisi parziale, glicosilazione, aggiunta di gruppi lipidici. Strategie per la purificazione delle proteine: Tecniche preparative e tecniche analitiche. Criteri di solubilità e loro utilizzo per la purificazione delle proteine (salting out, precipitazione con solventi organici, precipitazione isoelettrica). Dialisi. Metodi cromatografici: Principi della cromatografia. Tecniche cromatografiche: cromatografia ad esclusione molecolare, cromatografia di interazione idrofobica, cromatografia in fase inversa, cromatografia a scambio ionico, cromatografia di affinità. Sistemi HPLC e FPLC. Gas cromatografia. Metodi elettroforetici: Principi generali. Elettroforesi su gel di poliacrilamide (PAGE): nativa e SDS-PAGE, Focalizzazione isoelettrica (IEF). Elettroforesi capillare (CE). Elettroforesi bidimensionale (2DE). Western blotting. Proteomica: Introduzione allo studio del proteoma. Proteomica di espressione e funzionale, strategie di analisi proteomica. Approccio basato su gel: Preparazione del campione (rimozione delle sostanze interferenti, solubilizzazione delle proteine e pre-frazionamento). IEF e scelta del gradiente di pH. IPG strip. SDS-PAGE. Metodi per l’identificazione delle proteine nel gel: colorazione con Blue coomassie, silver stain, Sybro Ruby, potenzialità e limiti dei coloranti utilizzati. Elettroforesi bidimensionale fluorescente differenziale (DIGE). Acquisizione ed analisi di immagine di gel bidimensionali. Trattamento degli spot proteici per l’identificazione in spettrometria di massa. Spettrometria di massa: Concetti di base della spettrometria di massa e struttura di uno spettrometro. Tecniche di ionizzazione MALDI e ESI. Spettrometria di massa MALDI-TOF e Peptide Mass Fingerprinting. Identificazione di peptidi mediante Tandem mass spectrometry. Approccio shotgun: Tecnologie SELDI e MuDPIT Metabolomica: Definizione di metaboloma. Tecniche di preparazione dei campioni per l’analisi del metaboloma. Metodi cromatografici e di spettrometria di massa utilizzati per caratterizzare metaboliti aventi funzione di biomarker (gas cromatografia, cromatografia liquida e CE accoppiate alla spettrometra di massa). Esempi di studi di metabolomica in ricerche cliniche. LABORATORIO: Simulazione di un intero processo di purificazione di una proteina utilizzando: (http://www.booth1.demon.co.uk/archive) (Basic Laboratory Methods for Biotechnology -- Protein Purification) Applicazione di un protocollo di purificazione di una proteina a partire da un estratto cellulare, determinazione della purezza del campione ottenuto, elaborazione di una tabella di purificazione e discussione critica dei risultati ottenuti. Elettroforesi bidimensionale: preparazione del campione, quantificazione proteica, preparazione delle soluzioni, IEF, equilibratura delle IPG-strip, SDS-PAGE, Colorazione delle proteine separate per 2DE mediante una metodica silver staining compatibile con MALDI-TOF. Analisi computerizzata delle mappe ottenute. Seminari specialistici riguardanti applicazioni della proteomica (esempi di studi di proteomica volti all’identificazione di marker proteici in varie patologie) e della metabolomica (esempi di metaboliti di interesse diagnostico e prognostico). Discussione critica di articoli scientifici inerenti le tematiche trattate durante il corso. |