Insegnamento FARMACOLOGIA SPERIMENTALE
- Corso
- Chimica e tecnologia farmaceutiche
- Codice insegnamento
- 65982006
- Sede
- PERUGIA
- Curriculum
- Comune a tutti i curricula
- Docente
- Giada Mondanelli
- Docenti
-
- Giada Mondanelli
- Ore
- 114 ore - Giada Mondanelli
- CFU
- 6
- Regolamento
- Coorte 2019
- Erogato
- 2022/23
- Attività
- Caratterizzante
- Ambito
- Discipline biologiche e farmacologiche
- Settore
- BIO/14
- Tipo insegnamento
- Obbligatorio (Required)
- Tipo attività
- Attività formativa monodisciplinare
- Lingua insegnamento
- ITALIANO
- Contenuti
- Basi farmacologiche e sperimentali per lo sviluppo di nuovi farmaci. Principi di valutazione dell'efficacia e tossicità dei farmaci. Sperimentazione preclinica e clinica. Clonaggio e validazione di un target
farmacologico. - Testi di riferimento
- Paoletti R., Nicosia S., Clementi F., Fumagalli G. Trattato di farmacologia e
terapia - vol. Farmacologia clinica. UTET
Clementi F., Fumagalli G. Farmacologia generale e molecolare. UTET
Jeremy W. Dale e Malcolm von Schantz ‘Dai geni ai genomi' EDISES
Crommelin D., Sindelar R., Biotecnologie Farmaceutiche. ZANICHELLI - Obiettivi formativi
- L'insegnamento rappresenta per gli studenti di CTF il primo corso sperimentale di Farmacologia, pertanto l'obiettivo principale del corso è l'acquisizione dei principi e dei metodi d'indagine sperimentale in ambito
farmacologico. Le conoscenze acquisite durante il corso serviranno allo studente a saper gestire sperimentalmente la caratterizzazione farmacologica di una molecola, oltre a conoscere le principali tecniche di studio farmacologico e le tappe sperimentali a cui è soggetta la molecola,
prima di essere immessa in commercio come farmaco. - Prerequisiti
- Per poter comprendere ed applicare le procedure sperimentali descritte
nell'insegnamento è necessario aver sostenuto con successo l'esame di
'Farmacologia, Farmacognosia e Tossicologia Generale'. Lo stesso
insegnamento è propedeutico per la frequenza del corso pratico di
Farmacologia Sperimentale. Inoltre, per seguire con profitto il corso
pratico sarebbe utile per lo studente avere delle buone conoscenze di
biologia molecolare e possedere un buon esercizio matematico per
affrontare calcoli di bioequivalenze e diluizioni. - Metodi didattici
- L'insegnamento di FARMACOLOGIA SPERIMENTALE è organizzato nel
seguente modo:-lezioni frontali in aula su tutti gli argomenti descritti nel
programma (parte teorica);-lezioni pratiche: il corso pratico è organizzato
in un modulo intensivo eseguito in tre settimane, in cui
lo studente esegue un mini-progetto sperimentale di costruzione e
validazione di un target farmacologico, applicando la tecnologia del DNA
ricombinante e la farmacologia sperimentale. Il corso pratico viene eseguito nel laboratorio didattico
biochimicofarmacologico
del polo didattico in via Del Giochetto.-esercitazioni
multimediali: esercitazioni presso il laboratorio di informatica con
programmi virtuali riguardanti lo studio osservazionale di effetti
farmacologici nel topo e la sperimentazione su un organo isolato - Altre informazioni
- Frequenza obbligatoria
- Modalità di verifica dell'apprendimento
- L'esame prevede una prova orale che consiste in una
discussione di circa 20 minuti finalizzata ad accertare il livello di
conoscenza e capacità di applicazione di tali conoscenze a problematiche
di farmacologia sperimentale. - Programma esteso
- Parte teorica: Principi generali della ricerca di nuovi farmaci: perché e come si ricercano nuovi farmaci, il contributo della biologia molecolare, la
ricerca ‘in silico’ dei farmaci, lo sviluppo di un farmaco, GLP, GCP, GMP. Glivec: un esempio di sviluppo farmaceutico. L’enzima IDO come target
farmacologico: meccanismo d’azione dell’enzima, potenziale terapeutico dell’enzima. End-point, real-time e digital PCR: strumenti per valutare
l’effetto farmacologico sulla trascrizione genica. High throughput screening (HTS): un metodo di selezione di molecole ‘lead’. Microarray:
una tecnica di studio preclinico di farmaci sulla trascrittomica.
Sperimentazione preclinica in vitro e ex vivo: le colture cellulari e gli organi isolati. Metodi di studio della trasduzione del segnale, identificazione di potenziali target farmacologici. Sperimentazione
preclinica in vivo: la regola delle 3 R; metodi alternativi all’utilizzo di
animali; gli animali da esperimento; ceppi inbred, outbred, ibridi; norme per la sperimentazione in vivo, la stabulazione degli animali; Test di Irwin;
modelli sperimentali spontanei, comportamentali, indotti per via
biologica, per via farmacologica, per manipolazione chirurgica; modelli
sperimentali oncologici, l’oncotopo; modelli sperimentali per lo studio del
diabete; modelli sperimentali manipolati geneticamente: generazione di
topi transgenici, knock-out, knock-in e transgenici/knock-out condizionali.
Sperimentazione clinica: norme per la sperimentazione clinica, protocollo
sperimentale, ipotesi scientifica, gli end-point primari e secondari, i criteri
di selezione dei pazienti, i fattori noti di variabilità, i fattori di confondimento (bias), studio clinico controllato, randomizzazione del
campione, sperimentazione in cieco, il placebo. Fasi della sperimentazione clinica: obiettivi e metodologie. Principi di biostatistica: la popolazione biologica ed il concetto di variabilità biologica, ipotesi clinica e ipotesi statistica, test di significatività, errore di tipo I o II, la potenza di uno studio clinico. Principi di vaccinologia e strategie di
sviluppo dei vaccini anti-COVID.
Gli organismi geneticamente modificati (OGM): vantaggi e problematiche delle piante biotecnologiche, vaccini
orali biotecnologici, animali transgenici come bioreattori, farmaci
ricombinanti. I microRNA come nuovo target farmacologico.
Esercitazioni
multimediali: Sperimentazione in vivo: Mouse Watch, studio osservazionale dell’effetto farmacologico. Sperimentazione con organi isolati: Il cuore alla Langerdorf. Parte sperimentale: Clonaggio,
espressione e validazione di un target farmacologico: l’enzima IDO.
Purificazione e attivazione in vitro di splenociti murini. Estrazione di RNA,
retrotrascrizione in cDNA e amplificazione per PCR della sequenza codificante IDO. Inserimento della sequenza codificante IDO in un vettore di espressione. Trasformazione batterica e screening delle colonie
batteriche. Trasfezione di cellule eucariotiche per l’espressione proteica dell’enzima IDO. Verifica dell’espressione di IDO mediante elettroforesi su gel di acrilamide e western blot. Analisi dell’attività catalitica di IDO, mediante dosaggio di chinurenina. Costruzione di curve dose-risposta con
molecole che agiscono sul target farmacologico IDO.